Die klassische Sicht auf die Proteinsekretion in Eukaryoten wurde in den letzten Jahren immer weiter aufgeweicht, da eine zunehmende Zahl von wichtigen extrazellulären Proteinen über alternative Wege exportiert wird. Diese faszinierenden und sehr diversen alternativen Wege werden unter dem Begriff „unkonventionelle Sekretion“ zusammengefasst. In unserer Arbeitsgruppe untersuchen wir die unkonventionelle Sekretion der Chitinase Cts1 in Ustilago maydis. Gemeinsam mit der zweiten, konventionell sekretierten Chitinase Cts2 vermittelt das Enzym die Zelltrennung während der Zytokinese. Fehlen beide Proteine, können sich die Zellen nicht teilen und bilden Aggregate. Während die Funktion von Cts1 aufgeklärt ist, fehlen Informationen zu dessen Rekrutierung in die sogenannte Fragmentierungszone – einem kleinen Zellkompartiment, das Mutter- und Tochterzelle vor der Teilung verbindet. Vor kurzem haben wir Jps1 identifiziert. Dieses Protein spielt eine wichtige Rolle für die Cts1 Sekretion. Wir arbeiten derzeit an der Aufklärung der molekularen Details, die der unkonventionellen Sekretion zu Grunde liegen. Dazu untersuchen wir die beteiligten Proteine und ihr Interaktionsnetzwerk.

Dieses Projekt ist Teil des SFB1208. 

Unkonventionelle Sekretion für den Export von Pharmaproteinen nutzen

Bei der Produktion von rekombinanten Proteinen bietet die Möglichkeit der Sekretion in den Kulturüberstand viele Vorteile. Ein wichtiger Punkt ist die Verringerung der Prozesskosten. Allerdings kann sich die post-translationale Modifizierung von Proteinen während der konventionellen Sekretoin über das Endomembransystem negativ auswirken. So können rekombinante Proteine beispielsweise durch N-Glykosylierung in heterologen Produktionswirten inaktiviert werden. Durch die Anwendungen von unkonventioneller Sekretion für den Export von hydrolytischen und pharmazeutisch-relevanten Proteinen vermeiden wir post-translationale Modifizierungen. So konnten wir bereits Nanokörper (Nanobodies), Einzelkettenantikörper oder hydrolytische Enzyme für den Abbau von Biomasse, die sogenannten CAZymes, in ihrer aktiven Form produzieren. Dabei nutzen wir die vorher erwähnte Chitinase Cts1 als Transportvehikel, an das die jeweiligen Zielproteine angehängt werden. Eine einmalige Eigenschaft von Cts1 ist die Fähigkeit des Enzymes, an Chitin zu binden. Diese Eigenschaft kann für die Aufreinigung ausgenutzt werden. Um den Pilz als Proteinexpressionswirt zu etablieren, arbeiten wir derzeit an der Erhöhung der Ausbeute und optimieren das System auf verschiedenen Ebenen. Parallel evaluieren wir die Option, Cts1 Fusionsproteine auf Chitinoberflächen zu immobilisieren. Diese kostengünstigen Oberflächen in Kombination mit Cts1-gekoppelten Antikörperfragmenten könnten beispielsweise in flexibel anwendbaren Virus-Testsystemen Verwendung finden.

Wertiges aus Biomasse herstellen

Als Pflanzenpathogen besitzt U. maydis eine kleine aber wirkungsvolle Maschinerie von hydrolytischen Enzymen für den Abbau pflanzlicher Biomassepolymere. In den vergangenen Jahren haben wir das diesbezügliche Potential des Pilzes bereits erfolgreich erweitert und Pilzstämme für die Nutzung von Komponenten wie Zellulose oder Polygalakturonsäure entwickelt. Wir haben dabei eine Kombination aus genetischer Aktivierung intrinsischer Enzyme und Komplementation durch wirkungsvolle Fremdenzyme mittels konventioneller und unkonventioneller Sekretion eingesetzt. U. maydis ist außerdem ein natürlicher Produzent von wertigen Molekülen wie Glykolipiden, Polyolen, organischen Säuren und hydrolytischen Enzymen. Wir haben den Pilz daher für die Synthese von Fremdmolekülen wie Sesquiterpenen und Pharmaproteinen modifiziert. In Zukunft werden wir beide Eigenschaften vereinen und wertige Substanzen aus pflanzlicher Biomasse und industriellen Seiten- und Abfallströmen produzieren.  

Viele unserer angewandten Projekte sind mit dem BioSC assoziiert.